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La limitation des hydrogels fibreux aux capillaires étroits revêt une grande importance dans les systèmes biologiques et biomédicaux.La tension et la compression uniaxiale des hydrogels fibreux ont été largement étudiées, mais leur réponse à la rétention biaxiale dans les capillaires reste inexplorée.Ici, nous démontrons expérimentalement et théoriquement que les gels filamenteux répondent qualitativement différemment à la contrainte que les gels à chaîne flexible en raison de l'asymétrie des propriétés mécaniques des filaments constitutifs, qui sont mous en compression et rigides en tension.Sous forte rétention, le gel fibreux présente peu d'allongement et une diminution asymptotique du coefficient de Poisson biaxial jusqu'à zéro, ce qui entraîne un fort compactage du gel et une mauvaise perméation des liquides à travers le gel.Ces résultats indiquent la résistance des thrombus occlusifs étirés à la lyse par des agents thérapeutiques et stimulent le développement d'une embolisation endovasculaire efficace à partir de gels fibreux pour arrêter les saignements vasculaires ou inhiber l'apport sanguin aux tumeurs.
Les réseaux fibreux sont les éléments structurels et fonctionnels de base des tissus et des cellules vivantes.L'actine est un composant majeur du cytosquelette1 ;la fibrine est un élément clé dans la cicatrisation des plaies et la formation de thrombus2, et le collagène, l'élastine et la fibronectine sont des composants de la matrice extracellulaire du règne animal3.Les réseaux récupérés de biopolymères fibreux sont devenus des matériaux ayant de nombreuses applications en ingénierie tissulaire4.
Les réseaux filamenteux représentent une classe distincte de matière biologique molle dont les propriétés mécaniques sont différentes des réseaux moléculaires flexibles5.Certaines de ces propriétés ont évolué au cours de l’évolution pour contrôler la réponse de la matière biologique à la déformation6.Par exemple, les réseaux fibreux présentent une élasticité linéaire aux petites déformations7,8, tandis qu'aux grandes déformations, ils présentent une rigidité accrue9,10, maintenant ainsi l'intégrité des tissus.Les implications sur d'autres propriétés mécaniques des gels fibreux, telles que la contrainte normale négative en réponse à une déformation de cisaillement11,12, restent à découvrir.
Les propriétés mécaniques des hydrogels fibreux semi-flexibles ont été étudiées sous tension uniaxiale13,14 et compression8,15, mais leur compression biaxiale induite par la liberté dans des capillaires ou des tubes étroits n'a pas été étudiée.Nous rapportons ici des résultats expérimentaux et proposons théoriquement un mécanisme pour le comportement des hydrogels fibreux sous rétention biaxiale dans des canaux microfluidiques.
Des microgels de fibrine avec différents rapports de concentrations de fibrinogène et de thrombine et un diamètre D0 allant de 150 à 220 µm ont été générés à l'aide d'une approche microfluidique (Figure 1 supplémentaire).Sur la fig.La figure 1a montre des images de microgels marqués au fluorochrome obtenues par microscopie confocale à fluorescence (CFM).Les microgels sont sphériques, ont une polydispersité inférieure à 5 % et ont une structure uniforme sur les échelles examinées par CFM (informations supplémentaires et films S1 et S2).La taille moyenne des pores des microgels (déterminée en mesurant la perméabilité de Darcy16) a diminué de 2 280 à 60 nm, la teneur en fibrine a augmenté de 5,25 à 37,9 mg/mL et la concentration de thrombine a diminué de 2,56 à 0,27 unités/mL, respectivement.(Informations Complémentaires).Riz.2), 3 et tableau complémentaire 1).La rigidité correspondante du microgel augmente de 0,85 à 3,6 kPa (Fig. 4 supplémentaire).Comme exemples de gels formés à partir de chaînes flexibles, des microgels d'agarose de différentes rigidités sont utilisés.
Image de microscopie à fluorescence de l'isothiocyanate de fluorescéine (FITC) marqué par des particules en suspension dans du TBS.L'échelle à barres est de 500 µm.b Images SEM de SM (en haut) et RM (en bas).Barre d'échelle 500 nm.c Diagramme schématique d'un canal microfluidique constitué d'un grand canal (diamètre dl) et d'une région en forme de cône rétréci avec un angle d'entrée α de 15° et un diamètre de dc = 65 µm.d De gauche à droite : images au microscope optique de RM (diamètre D0) dans de grands canaux, zone conique et constriction (longueur de gel limite Dz).L'échelle à barres est de 100 µm.e, f Images TEM d'un RM non déformé (e) et d'un RM occlus (f), fixés pendant une heure avec une constriction 1/λr = 2,7, suivis de la libération et de la fixation de 5 % de la masse.glutaraldéhyde dans le TBS.Le diamètre du CO non déformé est de 176 µm.La barre d'échelle est de 100 nm.
Nous nous sommes concentrés sur les microgels de fibrine d'une dureté de 0,85, 1,87 et 3,6 kPa (ci-après dénommés respectivement microgels mous (SM), microgels moyennement durs (MM) et microgels durs (RM).Cette plage de rigidité du gel de fibrine est du même ordre de grandeur que celle des caillots sanguins 18,19 et les gels de fibrine étudiés dans nos travaux sont donc directement liés à des systèmes biologiques réels.Sur la fig.La figure 1b montre les images supérieure et inférieure des structures SM et RM obtenues respectivement à l'aide d'un microscope électronique à balayage (MEB).Par rapport aux structures RM, les réseaux SM sont formés de fibres plus épaisses et de moins de points de branchement, conformément aux rapports antérieurs 20, 21 (Fig. 5 supplémentaire).La différence dans la structure de l'hydrogel est en corrélation avec l'évolution de ses propriétés : la perméabilité du gel diminue avec la diminution de la taille des pores de SM à MM et RM (tableau supplémentaire 1) et la rigidité du gel s'inverse.Aucun changement dans la structure du microgel n'a été noté après un stockage à 4 ° C pendant 30 jours (Fig. 6 supplémentaire).
Sur la fig.La figure 1c représente un schéma d'un canal microfluidique à section circulaire contenant (de gauche à droite) : un grand canal de diamètre dl dans lequel le microgel reste non déformé, une section en forme de cône avec un rétrécissement de diamètre dc < D0, cône -sections en forme et grands canaux d'un diamètre dl (Fig. 7 supplémentaire).Dans une expérience typique, des microgels ont été injectés dans des canaux microfluidiques à une chute de pression positive ΔP de 0,2 à 16 kPa (Fig. 8 supplémentaire).Cette plage de pression correspond à une pression artérielle biologiquement significative (120 mm Hg = 16 kPa)22.Sur la fig.1d (de gauche à droite) montre des images représentatives de RM dans de grands canaux, des zones coniques et des constrictions.Le mouvement et la forme du microgel ont été enregistrés et analysés à l'aide du programme MATLAB.Il est important de noter que dans les régions effilées et les constrictions, les microgels sont en contact conforme avec les parois des microcanaux (Fig. 8 supplémentaire).Le degré de rétention radiale du microgel au rétrécissement D0/dc = 1/λr est compris dans la plage 2,4 ≤ 1/λr ≤ 4,2, où 1/λr est le taux de compression.Le microgel subit un retrait lorsque ΔP > ΔPtr, où ΔPtr est la différence de pression de translocation.La longueur et la taille des pores des microgels contraints biaxialement sont déterminées par leur état d’équilibre, car il est très important de prendre en compte la viscoélasticité des gels dans les systèmes biologiques.Le temps d’équilibrage des microgels d’agarose et de fibrine était respectivement de 10 min et 30 min.Après ces intervalles de temps, les microgels limités ont atteint leur position et leur forme stables, qui ont été capturées à l'aide d'une caméra à grande vitesse et analysées à l'aide de MATLAB.
Sur la fig.Les figures 1e, 1f montrent des images en microscopie électronique à transmission (TEM) de structures RM non déformées et limitées biaxialement.Après compression RM, la taille des pores du microgel a considérablement diminué et leur forme est devenue anisotrope avec des tailles plus petites dans le sens de la compression, ce qui est cohérent avec un rapport antérieur 23 .
La compression biaxiale pendant la contraction provoque l'allongement du microgel dans une direction illimitée avec un coefficient λz = \({D}_{{{{{{{\rm{z}}}}}}}/\({D }_ { 0}\) , où \({D}_{{{{({\rm{z}}}}}}}}\) est la longueur du microgel fermé. La figure 2a montre l'évolution de λzvs .1/ λr pour les microgels de fibrine et d'agarose. Étonnamment, sous une forte compression de 2,4 ≤ 1/λr ≤ 4,2, les microgels de fibrine présentent un allongement négligeable de 1,12 +/- 0,03 λz, qui n'est que légèrement affecté par la valeur de 1/λr. microgels d'agarose limités, qui sont observés même avec une compression plus faible 1/λr = 2,6 à un allongement plus grand λz = 1,3.
un microgel d'agarose expérimente différents modules d'élasticité (2,6 kPa, losange ouvert vert ; 8,3 kPa, cercle ouvert marron ; 12,5 kPa, carré ouvert orange ; 20,2 kPa, triangle inversé ouvert magenta) et SM (rouge uni) Modification de l'allongement mesuré λz ( cercles), MM (carrés noirs unis) et RM (triangles bleus unis).Les lignes pleines montrent le λz théoriquement prédit pour les microgels d’agarose (ligne verte) et de fibrine (lignes et symboles de la même couleur).b, c Panneau supérieur : diagramme schématique des chaînes de réseau d’agarose (b) et de fibrine (c) avant (à gauche) et après (à droite) la compression biaxiale.En bas : Forme du réseau correspondant avant et après déformation.Les directions de compression x et y sont indiquées respectivement par des flèches magenta et marron.Dans la figure ci-dessus, les chaînes de réseaux orientées dans ces directions x et y sont représentées par les lignes magenta et marron correspondantes, et les chaînes orientées dans une direction z arbitraire sont représentées par des lignes vertes.Dans le gel de fibrine (c), les lignes violettes et brunes dans les directions x et y se plient davantage que dans l'état non déformé, et les lignes vertes dans la direction z se plient et s'étirent.La tension entre les directions de compression et de tension est transmise par des fils à directions intermédiaires.Dans les gels d'agarose, les chaînes dans toutes les directions déterminent la pression osmotique, ce qui contribue de manière significative à la déformation du gel.d Changement prévu du coefficient de Poisson biaxial, } }^{{{{{\rm{eff}}}}}}} =-{{{{{\rm{ln}}}}}}{\lambda }_{ z}/{{{{{ {{ \rm{ln}}}}}}{\lambda }_{r}\ ), pour la compression équibiaxiale des gels d'agarose (ligne verte) et de fibrine (ligne rouge).L'encadré montre la déformation biaxiale du gel.e Le changement de pression de translocation ΔPtr, normalisé à la rigidité du gel S, est tracé en fonction du taux de compression pour les microgels d'agarose et de fibrine.Les couleurs des symboles correspondent aux couleurs de (a).Les lignes vertes et rouges représentent la relation théorique entre ΔPtr/S et 1/λr pour les gels d'agarose et de fibrine, respectivement.La partie pointillée de la ligne rouge montre l’augmentation du ΔPtr sous forte compression due aux interactions interfibres.
Cette différence est associée à différents mécanismes de déformation des réseaux de microgels de fibrine et d'agarose, constitués respectivement de fils flexibles24 et rigides25.La compression biaxiale des gels flexibles entraîne une diminution de leur volume et une augmentation associée de la concentration et de la pression osmotique, ce qui entraîne un allongement du gel dans une direction illimitée.L'allongement final du gel dépend de l'équilibre entre une augmentation de l'énergie libre entropique des chaînes étirées et une diminution de l'énergie libre d'osmose due à la plus faible concentration de polymère dans le gel étiré.Sous forte compression biaxiale, l'allongement du gel augmente avec λz ≈ 0,6 \({{\lambda}_{{{\rm{r}}}}^{-2/3}}\) (voir Fig. 2a dans discussion (section 5.3.3).Les changements conformationnels des chaînes flexibles et la forme des réseaux correspondants avant et après la rétention biaxiale sont représentés sur les figures 1 et 2.2b.
En revanche, les gels fibreux tels que la fibrine réagissent différemment à la rétention biaxiale.Les filaments orientés principalement parallèlement à la direction de compression fléchissent (réduisant ainsi la distance entre les liaisons croisées), tandis que les filaments principalement perpendiculaires à la direction de compression se redressent et s'étirent sous l'action de la force élastique, provoquant l'allongement du gel ( Fig. 1).2c) Les structures des SM, MM et RM non déformés ont été caractérisées en analysant leurs images SEM et CFM (discussion supplémentaire, section IV et figure supplémentaire 9).En déterminant le module élastique (E), le diamètre (d), la longueur du profil (R0), la distance entre les extrémités (L0 ≈ R0) et l'angle central (ψ0) des brins dans des microgels de fibrine non déformés (Tableau supplémentaire 2) – 4), nous constatons que le module de flexion du filetage \({k}_{{{{{{\rm{b)))))))))}=\frac{9\pi E{d}^{4} } {4 {\psi } _{0}^{2}{L}_{0}}\) est nettement inférieur à son module de traction\({k}_{{{{{{{\rm{s}}} } }} }}=E\frac{\pi {d}^{2}{R}_{0}}{4}\), donc kb/ks ≈ 0,1 (Tableau supplémentaire 4).Ainsi, dans des conditions de rétention de gel biaxiale, les brins de fibrine se plient facilement, mais résistent à l'étirement.L'allongement d'un réseau filamenteux soumis à une compression biaxiale est illustré à la Fig. 17 supplémentaire.
Nous développons un modèle affine théorique (section de discussion supplémentaire V et figures supplémentaires 10 à 16) dans lequel l'allongement d'un gel fibreux est déterminé à partir de l'équilibre local des forces élastiques agissant dans le gel et prédit que dans une forte déformation biaxiale λz - 1 sous la contrainte
L'équation (1) montre que même sous forte compression (\({\lambda }_{{{\mbox{r))))\,\to \,0\)), il y a une légère expansion du gel et une déformation d'allongement ultérieure lors de saturation λz–1 = 0,15 ± 0,05.Ce comportement est lié à (i) \({\left({k}_{{{{({\rm{b}}}}}}}}}/{k}_{{{{{{\rm { s }}}}}}}\right)}^{1/2}\) ≈ 0,15−0,4 et (ii) le terme entre crochets se rapproche asymptotiquement de \(1{{\mbox{/}}} \sqrt { 3 }\) pour les liaisons biaxiales fortes. Il est important de noter que le préfacteur \({\left({k}_{({\mbox{b))))/{k}_{({\mbox{ s))))\right)}^{1/ 2 }\) n'a rien à voir avec la rigidité du fil E, mais est déterminé uniquement par le rapport d'aspect du fil d/L0 et l'angle au centre de l'arc ψ0, qui est similaire à SM, MM et RM (Tableau supplémentaire 4).
Pour mettre davantage en évidence la différence de déformation induite par la liberté entre les gels flexibles et filamenteux, nous introduisons le coefficient de Poisson biaxial \({\nu }_{{{({\rm{b)))))) }{{\ mbox { =}}}\,\mathop{{\lim}}\limits_{{\lambda}_{{{{({\rm{r}}}}}}}\to 1}\ frac{{\ lambda } _{ {{{{\rm{z}}}}}}-1}{1-{\lambda }_{{({\rm{r}}}}}}}}}, \) décrit un orientation de la déformation du gel en réponse à une déformation égale dans deux directions radiales, et l'étend à de grandes déformations uniformes \ rm{b }}}}}}}}^{{{{{\rm{eff}}}}}}}} }}=-{{{{{\rm{ln}}}}}}} }{ \lambda } _{z} /{{{({\rm{ln)))))))}{\lambda }_{{{({\rm{r))))))))))}\) .Sur la fig.2D montre \({{{{{{\rm{\nu }}}}}}}_{{{({\rm{b}}}}}}}}^{{{ {{\rm { eff }}}}}}}\) pour une compression biaxiale uniforme de gels flexibles (tels que l'agarose) et rigides (tels que la fibrine) (discussion supplémentaire, section 5.3.4), et met en évidence la relation entre de fortes différences dans les réponses au confinement. Pour les gels d'agarose soumis à de fortes restrictions, {\rm{eff}}}}}}}\) augmente jusqu'à la valeur asymptotique 2/3, et pour les gels de fibrine, elle diminue jusqu'à zéro, puisque lnλz/lnλr → 0, puisque λz augmente avec saturation à mesure que λr augmente.Notez que dans les expériences, les microgels sphériques fermés se déforment de manière inhomogène et que leur partie centrale subit une compression plus forte ;cependant, l'extrapolation à une grande valeur de 1/λr permet de comparer l'expérience avec la théorie pour des gels uniformément déformés.
Une autre différence dans le comportement des gels à chaîne flexible et des gels filamenteux a été trouvée en raison de leur mouvement lors de la contraction.La pression de translocation ΔPtr, normalisée à la rigidité du gel S, augmentait avec l'augmentation de la compression (Fig. 2e), mais à 2,0 ≤ 1/λr ≤ 3,5, les microgels de fibrine présentaient des valeurs de ΔPtr/S significativement inférieures pendant le retrait.La rétention du microgel d'agarose entraîne une augmentation de la pression osmotique, ce qui entraîne un étirement du gel dans le sens longitudinal à mesure que les molécules de polymère sont étirées (Fig. 2b, à gauche) et une augmentation de la pression de translocation de ΔPtr/S ~ ( 1/λr)14/317.Au contraire, la forme des microgels de fibrine fermés est déterminée par le bilan énergétique des fils de compression radiale et de tension longitudinale, ce qui conduit à la déformation longitudinale maximale λz ~\(\sqrt{{k}_{{{ {{ { \rm{ b)))))))} /{k}_{{{{{{{\rm{s}}}}}}}}}\).Pour 1/λr ≫ 1, le changement de pression de translocation est mis à l'échelle comme 1 }{{{({\rm{ln))))))\left({{\lambda }}_{{{{{{{\rm {r} }}}}}}}^{{-} 1} \right)\) (Discussion supplémentaire, section 5.4), comme le montre la ligne rouge continue sur la figure 2e.Ainsi, ΔPtr est moins contraint que dans les gels d’agarose.Pour les compressions avec 1 / λr > 3,5, une augmentation significative de la fraction volumique des filaments et de l'interaction des filaments voisins limite la déformation supplémentaire du gel et conduit à des écarts entre les résultats expérimentaux et les prédictions (ligne pointillée rouge sur la figure 2e).Nous concluons que pour le même 1/λr et Δ\({P}_{{{{{{{\rm{tr}}}}}}}}_{{{{\rm{fibrine}}} )) } }}}\) < ΔP < Δ\({P}_{{{{{{{\rm{tr))))))}}}_{{{{\rm{agarose}} }} } } } }}\) le gel d'agarose sera capturé par le microcanal, et le gel de fibrine de même rigidité le traversera.Pour ΔP < Δ\({P}_{{{{{{\rm{tr))))))))_{{{{{\rm{fibrine))))))))))}\ ), Deux Les deux gels bloqueront le canal, mais le gel de fibrine poussera plus profondément et se comprimera plus efficacement, bloquant plus efficacement l'écoulement du liquide.Les résultats présentés sur la figure 2 démontrent que le gel fibreux peut servir de bouchon efficace pour réduire les saignements ou inhiber l'apport sanguin aux tumeurs.
D'autre part, la fibrine forme un échafaudage de caillot qui conduit à une thromboembolie, un état pathologique dans lequel un thrombus obstrue un vaisseau à ΔP < ΔPtr, comme dans certains types d'accident vasculaire cérébral ischémique (Fig. 3a).L'allongement plus faible induit par la restriction des microgels de fibrine a entraîné une augmentation plus forte de la concentration de fibrine du fibrinogène C/C par rapport aux gels à chaîne flexible, où les fibrinogènes C et C sont respectivement des microgels restreints et non déformés.Concentration de polymère dans le gel.La figure 3b montre que le C/C du fibrinogène dans SM, MM et RM a été multiplié par plus de sept à 1/λr ≈ 4,0, en raison de la restriction et de la déshydratation (Fig. 16 supplémentaire).
Illustration schématique de l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne dans le cerveau.b Augmentation relative médiée par la restriction de la concentration de fibrine dans les SM obstructifs (cercles rouges pleins), MM (carrés noirs pleins) et RM (triangles bleus pleins).c Plan expérimental utilisé pour étudier le clivage de gels de fibrine restreints.Une solution de tPA marqué par fluorescence dans du TBS a été injectée à un débit de 5,6 × 107 µm3/s et une chute de pression supplémentaire de 0,7 Pa pour les canaux situés perpendiculairement au grand axe du microcanal principal.d Image microscopique multicanal regroupée de MM obstructifs (D0 = 200 µm) à Xf = 28 µm, ΔP = 700 Pa et pendant la division.Les lignes pointillées verticales montrent les positions initiales des bords postérieurs et antérieurs du MM à tlys = 0. Les couleurs vertes et roses correspondent respectivement au FITC-dextrane (70 kDa) et au tPA marqués avec AlexaFluor633.e Volume relatif variable dans le temps des RM obstrués avec D0 de 174 µm (triangle inversé ouvert bleu), 199 µm (triangle ouvert bleu) et 218 µm (triangle ouvert bleu), respectivement, dans un microcanal conique avec Xf = 28 ± 1 µm.les sections ont respectivement des ΔP 1 200, 1 800 et 3 000 Pa et Q = 1 860 ± 70 µm3/s.L’encadré montre RM (D0 = 218 µm) bouchant le microcanal.f Variation temporelle du volume relatif de SM, MM ou RM placé à Xf = 32 ± 12 µm, à ΔP 400, 750 et 1800 Pa et ΔP 12300 Pa et Q 12300 dans la région conique du microcanal, respectivement 2400 et 1860 µm3 /s.Xf représente la position avant du microgel et détermine sa distance depuis le début du retrait.V(tlys) et V0 sont respectivement le volume temporaire du microgel lysé et le volume du microgel non perturbé.Les couleurs des caractères correspondent aux couleurs de b.Les flèches noires sur e, f correspondent au dernier instant avant le passage des microgels à travers le microcanal.La barre d'échelle en d, e est de 100 µm.
Pour étudier l'effet de la restriction sur la réduction du débit de liquide à travers des gels de fibrine obstructifs, nous avons étudié la lyse des SM, MM et RM infiltrés avec l'agent thrombolytique activateur tissulaire du plasminogène (tPA).La figure 3c montre le plan expérimental utilisé pour les expériences de lyse. À ΔP = 700 Pa (<ΔPtr) et un débit, Q = 2 400 μm3/s, de solution saline tamponnée au Tris (TBS) mélangée à 0,1 mg/mL de (isothiocyanate de fluorescéine) FITC-Dextran, le microgel a obstrué le microcanal conique région. À ΔP = 700 Pa (<ΔPtr) et un débit, Q = 2 400 μm3/s, de solution saline tamponnée au Tris (TBS) mélangée à 0,1 mg/mL de (isothiocyanate de fluorescéine) FITC-Dextran, le microgel a obstrué le microcanal conique région. Avec ΔP = 700 Па (<ΔPtr) et скорости потока, Q = 2400 мкм3/с, трис-буферного солевого раствора (TBS), смешанного с 0,1 мг/мл (флуоресцеинизотио цианата) FITC-dekstraна, микрогель перекрывал сужающийся микроканал. À ΔP = 700 Pa (<ΔPtr) et un débit, Q = 2400 µm3/s, de solution saline tamponnée Tris (TBS) mélangée à 0,1 mg/mL (isothiocyanate de fluorescéine) FITC-dextrane, le microgel a obstrué le microcanal convergent.région.ΔP = 700 Pa (<ΔPtr) 和流速Q = 2400 μm3/s 的Tris 缓冲盐水(TBS) 与0.1 mg/mL 的（异硫氰酸荧光素）FITC-葡聚糖混合时，微凝胶堵塞了锥形微通道地区。ΔP = 700 Pa (<ΔPtr) 和流速Q = 2400 μm3/s了锥形微通道地区。 Les microgels sont absorbés par le tris-bouffer de sodium (TBS) à 0,1 mg/ml (fluorescence de fluorescence) FITC-descriptif pour ΔP = 700 Па (<ΔPtr) и скорости потока Q = 2400 мкм3/с Конические области микроканалов. Les microgels se sont bouchés lorsque la solution saline tamponnée au Tris (TBS) a été mélangée avec 0,1 mg/mL (isothiocyanate de fluorescéine) de FITC-dextrane à ΔP = 700 Pa (<ΔPtr) et débit Q = 2 400 µm3/s Régions coniques des microcanaux.La position avancée Xf du microgel détermine sa distance par rapport au point de retrait initial X0.Pour induire la lyse, une solution de tPA marqué par fluorescence dans du TBS a été injectée à partir d'un canal situé orthogonalement au grand axe du microcanal principal.
Lorsque la solution de tPA a atteint le MM occlusal, le bord postérieur du microgel est devenu flou, indiquant que le clivage de la fibrine avait commencé au temps tlys = 0 (Fig. 3d et Fig. 18 supplémentaire).Au cours de la fibrinolyse, le tPA marqué par un colorant s'accumule à l'intérieur du MM et se lie aux brins de fibrine, ce qui entraîne une augmentation progressive de l'intensité de la couleur rose des microgels.A tlys = 60 min, le MM se contracte du fait de la dissolution de sa partie arrière, et la position de son bord d'attaque Xf change peu.Après 160 min, le MM fortement contracté a continué à se contracter et, à tlys = 161 min, il a subi une contraction, rétablissant ainsi le flux de fluide à travers le microcanal (Fig. 3d et Fig. 18 supplémentaire, colonne de droite).
Sur la fig.La figure 3e montre la diminution dépendante du temps, induite par la lyse, du volume V (tlys) normalisé au volume initial V0 de microgels de fibrine de différentes tailles.Du CO avec D0 174, 199 ou 218 µm a été placé dans un microcanal avec ΔP 1 200, 1 800 ou 3 000 Pa, respectivement, et Q = 1 860 ± 70 µm3/s pour bloquer le microcanal (Fig. 3e, encadré).nutrition.Les microgels rétrécissent progressivement jusqu'à ce qu'ils soient suffisamment petits pour traverser les canaux.Une diminution du volume critique de CO avec un diamètre initial plus important nécessite un temps de lyse plus long.En raison du flux similaire à travers des MR de tailles différentes, le clivage se produit au même rythme, entraînant la digestion de fractions plus petites de MR plus grandes et leur translocation retardée.Sur la fig.3f montre la réduction relative de V (tlys) / V0 due à la division pour SM, MM et RM à D0 = 197 ± 3 µm, tracée en fonction de tlys.Pour SM, MM et RM, placez chaque microgel dans un microcanal avec ΔP 400, 750 ou 1800 Pa et Q 12300, 2400 ou 1860 µm3/s, respectivement.Bien que la pression appliquée au SM soit 4,5 fois inférieure à celle du RM, le flux à travers le SM était plus de six fois plus fort en raison de la perméabilité plus élevée du SM, et le retrait du microgel a diminué du SM au MM et au RM. .Par exemple, à tlys = 78 min, SM s'est principalement dissous et déplacé, tandis que MM et PM ont continué à obstruer les microcanaux, bien qu'ils ne conservent respectivement que 16 % et 20 % de leur volume d'origine.Ces résultats suggèrent l'importance de la lyse médiée par convection des gels fibreux resserrés et sont en corrélation avec les rapports faisant état d'une digestion plus rapide des caillots à faible teneur en fibrine.
Ainsi, nos travaux démontrent expérimentalement et théoriquement le mécanisme par lequel les gels filamenteux répondent au confinement biaxial.Le comportement des gels fibreux dans un espace limité est déterminé par la forte asymétrie de l'énergie de déformation des filaments (doux en compression et dur en traction) et uniquement par le rapport d'aspect et la courbure des filaments.Cette réaction entraîne un allongement minimal des gels fibreux contenus dans des capillaires étroits, leur coefficient de Poisson biaxial diminuant avec l'augmentation de la compression et la diminution de la légère pression du bit.
Le confinement biaxial de particules molles déformables étant utilisé dans un large éventail de technologies, nos résultats stimulent le développement de nouveaux matériaux fibreux.En particulier, la rétention biaxiale des gels filamenteux dans des capillaires ou tubes étroits entraîne leur fort compactage et une forte diminution de la perméabilité.La forte inhibition du flux de liquide à travers les gels fibreux occlusifs présente des avantages lorsqu'ils sont utilisés comme bouchons pour prévenir les saignements ou réduire l'apport sanguin aux tumeurs malignes33,34,35.D’autre part, une diminution du débit de liquide à travers le gel de fibrine occlusal, inhibant ainsi la lyse du thrombus à médiation convective, donne une indication de la lyse lente des caillots occlusaux [27, 36, 37].Notre système de modélisation constitue la première étape vers la compréhension des implications de la réponse mécanique des hydrogels de biopolymères fibreux à la rétention biaxiale.L'incorporation de cellules sanguines ou de plaquettes dans des gels de fibrine obstructifs affectera leur comportement de restriction 38 et constituera la prochaine étape dans la découverte du comportement de systèmes biologiquement significatifs plus complexes.
Les réactifs utilisés pour préparer des microgels de fibrine et fabriquer des dispositifs MF sont décrits dans les informations supplémentaires (méthodes supplémentaires, sections 2 et 4).Des microgels de fibrine ont été préparés en émulsionnant une solution mixte de fibrinogène, de tampon Tris et de thrombine dans un dispositif MF à focalisation de flux, suivi d'une gélification de gouttelettes.Une solution de fibrinogène bovin (60 mg/ml dans du TBS), un tampon Tris et une solution de thrombine bovine (5 U/ml dans une solution de CaCl2 à 10 mM) ont été administrés à l'aide de deux pousse-seringues contrôlés indépendamment (PhD 200 Harvard Apparatus PHD 2000 Syring Pump).pour bloquer MF, USA).Une phase continue d'huile F contenant 1% en poids de copolymère séquencé PFPE-P (EO-PO) -PFPE a été introduite dans l'unité MF à l'aide d'un troisième pousse-seringue.Les gouttelettes formées dans le dispositif MF sont collectées dans un tube à centrifuger de 15 ml contenant de l'huile F.Placer les tubes dans un bain-marie à 37 ° C pendant 1 h pour compléter la gélification de la fibrine.Des microgels de fibrine marqués au FITC ont été préparés en mélangeant du fibrinogène bovin et du fibrinogène humain marqué au FITC dans un rapport pondéral de 33 : 1, respectivement.La procédure est la même que pour la préparation des microgels de fibrine.
Transférer les microgels de l’huile F au TBS en centrifugant la dispersion à 185 g pendant 2 min.Les microgels précipités ont été dispersés dans de l'huile F mélangée à 20 % en poids d'alcool perfluorooctylique, puis dispersés dans de l'hexane contenant 0,5 % en poids de Span 80, de l'hexane, 0,1 % en poids de Triton X dans de l'eau et du TBS.Enfin, les microgels ont été dispersés dans du TBS contenant 0,01 % en poids de Tween 20 et stockés à 4 °C pendant environ 1 à 2 semaines avant les expériences.
La fabrication du dispositif MF est décrite dans les informations supplémentaires (méthodes supplémentaires, section 5).Dans une expérience typique, la valeur positive de ΔP est déterminée par la hauteur relative des réservoirs connectés avant et après le dispositif MF pour introduire des microgels d'un diamètre de 150 < D0 < 270 µm dans les microcanaux.La taille non perturbée des microgels a été déterminée en les visualisant dans le macrocanal.Le microgel s'arrête dans une zone conique à l'entrée de l'étranglement.Lorsque la pointe du microgel antérieur reste inchangée pendant 2 min, utilisez le programme MATLAB pour déterminer la position du microgel le long de l’axe des x.Avec une augmentation progressive du ΔP, le microgel se déplace le long de la région en forme de coin jusqu'à ce qu'il pénètre dans la constriction.Une fois le microgel entièrement inséré et comprimé, ΔP tombe rapidement à zéro, équilibrant le niveau d’eau entre les réservoirs, et le microgel fermé reste stationnaire sous compression.La longueur du microgel obstructif a été mesurée 30 minutes après la fin de la constriction.
Au cours des expériences de fibrinolyse, des solutions de t-PA et de dextrane marqué au FITC pénètrent dans les microgels bloqués.Le débit de chaque liquide a été surveillé à l’aide d’une imagerie par fluorescence à canal unique.TAP marqué avec AlexaFluor 633 attaché aux fibres de fibrine et accumulé à l'intérieur de microgels de fibrine comprimés (canal TRITC dans la Fig. 18 supplémentaire).La solution de dextrane marquée au FITC se déplace sans accumulation dans le microgel.
Les données étayant les résultats de cette étude sont disponibles auprès des auteurs respectifs sur demande.Des images SEM brutes de gels de fibrine, des images TEM brutes de gels de fibrine avant et après l'inoculation et les principales données d'entrée des figures 1 et 2. 2 et 3 sont fournies dans le fichier de données brutes.Cet article fournit les données originales.
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Heure de publication : 23 février 2023